全网最详细单细胞保姆级分析教程(二) --- 多样本整合

上一节我们研究了如何对单样本进行分析,这节我们就着重来研究一下如何对多样本整合进行研究分析!

1. 导入相关包

library(Seurat)
library(tidyverse)
library(patchwork)

2. 数据准备

# 导入单样本文件
dir = c('~/Desktop/diversity intergration/scRNA_26-0_filtered_feature_bc_matrix','~/Desktop/diversity intergration/scRNA_27-2_filtered_feature_bc_matrix','~/Desktop/diversity intergration/scRNA_28-0_filtered_feature_bc_matrix'
)

2.1 方法一

# 导入数据
counts <- Read10X(data.dir = dir)
# 转换为seurat对象
scRNA1 <- CreateSeuratObject(counts = counts,min.cells = 3,min.features = 200)
dim(scRNA1)
# 查看每个样本的细胞
table(scRNA1@meta.data$orig.ident)
# healthy1 healthy2 healthy3 
#     6037     6343    11657

2.2 方法二

scRNAlist <- list()  # 创建一个空的列表,其中包含三个seurat对象
for (i in 1:length(dir)){counts <- Read10X(data.dir = dir[i])scRNAlist[[i]] <- CreateSeuratObject(counts = counts,min.cells = 3,min.features =     200)scRNAlist[[i]] <- RenameCells(scRNAlist[[i]],add.cell.id = sample_name[i])
}

3. 合并数据

scRNA <- merge(scRNAlist[[1]],y = c(scRNAlist[[2]],scRNAlist[[3]]))
dim(scRNA)
# [1] 18037 24037

4. 数据标准化和选择高变基因

# 每一个样本分别进行数据标准化和提取高变基因
for (i in 1:length(scRNAlist)){scRNAlist[[i]] <- NormalizeData(scRNAlist[[i]])scRNAlist[[i]] <- FindVariableFeatures(scRNAlist[[i]],selection.method = 'vst',nfeatures = 2000) # 这里我们只需要2000的基因
}

5. 提取锚点

# 以variableFeatures为基础寻找锚点
scRNA.anchors <- FindIntegrationAnchors(object.list = scRNAlist)
dim(scRNA.anchors)

6. 利用锚点整合数据

# 利用锚点整合数据
scRNA.integrated <- IntegrateData(anchorset = scRNA.anchors)
dim(scRNA.integrated)
# [1]  2000 24037

7. 数据缩放

# 设置默认的分析方法为integrated
# ScaleData 函数的作用是对数据进行标准化或归一化处理，以确保不同特征之间具有可比性，并减少数据的偏差和方差。通过缩放数据，可以使后续的分析更加稳定和可靠。
DefaultAssay(scRNA.integrated) <- 'integrated'
scRNA.integrated <-ScaleData(scRNA.integrated,verbose = FALSE)
# scRNA.integrated 对象中的数据将被缩放，并可用于后续的分析步骤，如降维、聚类、差异表达分析等。

8. PCA降维

scRNA.integrated <- 			      RunPCA(scRNA.integrated,features=VariableFeatures(scRNA.integrated))

8.1 热图

DimPlot(scRNA.integrated,reduction = 'pca',group.by = 'orig.ident')

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8.2 肘图

ElbowPlot(scRNA.integrated,ndims = 30,reduction = 'pca')
# 从图中可以看出我们最好应该选择前20个维度的数据

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9. 细胞聚类

scRNA <- FindNeighbors(scRNA.integrated,dims = 1:20)
scRNA <- FindClusters(scRNA,resolution = 0.1) # 0.5聚类的结果太多
table(scRNA@meta.data$seurat_clusters)
metadata <- scRNA@meta.data
# 单独将数据提取出来
cell_cluster <-  data.frame(cell_ID=rownames(metadata),cluster_ID=metadata$seurat_clusters)

10. 降维

10.1 umap降维

scRNA <- RunUMAP(scRNA,dims = 1:20)
embed_umap <- Embeddings(scRNA,'umap')

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10.1.1 group_by_cluster

DimPlot(scRNA,reduction = 'umap')

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10.1.2 group_by_sample

DimPlot(scRNA,reduction = 'umap',group.by = 'orig.ident')

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10.2 tsne降维

scRNA <- RunTSNE(scRNA,dims = 1:20)
embed_tsne <- Embeddings(scRNA,'tsne')

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10.2.1 group_by_cluster

DimPlot(scRNA,reduction = 'tsne')

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10.2.2 group_by_sample

DimPlot(scRNA,reduction = 'umap',group.by = 'orig.ident')

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10.3 umap和tsne的探究

UMAP（Uniform Manifold Approximation and Projection）和 t-SNE（t-Distributed Stochastic Neighbor Embedding）都是用于降维和数据可视化的技术，它们有一些区别和联系：

区别：

算法原理：UMAP 和 t-SNE 采用了不同的数学方法来实现降维和可视化。UMAP 基于流形学习的思想，试图保持数据的全局结构和局部邻域关系；而 t-SNE 则主要关注数据点之间的局部相似性，并将高维数据映射到低维空间中，使得相似的数据点在低维空间中更接近。
结果解释：UMAP 通常能够更好地保持数据的全局结构，对于具有复杂拓扑结构的数据可能更有效；而 t-SNE 更擅长捕捉数据的局部结构和聚类信息，但可能对全局结构的保持相对较弱。
计算效率：UMAP 在处理大规模数据集时通常比 t-SNE 更高效，因为它的计算复杂度较低。
参数调整：UMAP 和 t-SNE 都有一些参数需要调整，例如邻居数量、 perplexity 等。然而，UMAP 对参数的选择相对较不敏感，而 t-SNE 的结果可能对参数的选择更为敏感。

联系：

数据可视化：UMAP 和 t-SNE 都可以用于将高维数据可视化在低维空间中，帮助人们理解数据的分布和结构。
探索性数据分析：它们都可以作为探索性数据分析的工具，帮助发现数据中的模式、聚类和异常值。
与其他分析结合：UMAP 和 t-SNE 的结果可以与其他分析方法结合使用，例如聚类分析、分类器等，以进一步挖掘数据的信息。

11. 质控

# 切换数据集
DefaultAssay(scRNA) <- 'RNA'
# 计算线粒体和红细胞的基因比例
scRNA[['percent.mt']] <- PercentageFeatureSet(scRNA,pattern = 'MT-')# 通常是指与血红蛋白(Hemoglobin)相关的基因
HB.genes <- c("HBA1","HBA2","HBB","HBD","HBE1","HBG1","HBG2","HBM","HBQ1","HBZ")
HB_m <- match(HB.genes, rownames(scRNA@assays$RNA)) # 匹配已经拥有的基因,返回一个含有下标的向量
HB.genes <- rownames(scRNA@assays$RNA)[HB_m]
scRNA[["percent.HB"]]<-PercentageFeatureSet(scRNA, features=HB.genes)##meta.data添加信息
proj_name <- data.frame(proj_name=rep("demo2",ncol(scRNA)))
rownames(proj_name) <- row.names(scRNA@meta.data)
scRNA <- AddMetaData(scRNA, proj_name)

11.1 可视化

# 绘制小提琴图
# 所有样本一个小提琴图用group.by="proj_name"，每个样本一个小提琴图用group.by="orig.ident"
plot7 <-VlnPlot(scRNA, group.by = "proj_name",  raster=FALSE,features = c("nFeature_RNA", "nCount_RNA", "percent.mt"), pt.size = 0, #不需要显示点，可以设置pt.size = 0
) + theme(axis.title.x=element_blank(), axis.text.x=element_blank(), axis.ticks.x=element_blank()) # 将x轴的标题,文本和刻度线都设置为空,这样x轴就不会显示任何内容
plot1 <- FeatureScatter(scRNA, feature1 = "nCount_RNA", feature2 = "percent.mt")
plot2 <- FeatureScatter(scRNA, feature1 = "nCount_RNA", feature2 = "nFeature_RNA")
plot3 <- FeatureScatter(scRNA, feature1 = "nCount_RNA", feature2 = "percent.HB")
pearplot <- CombinePlots(plots = list(plot1, plot2), nrow=1, legend="none") 
pearplot

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11.2 去除极端细胞

# 去除细胞特征过高和过低的细胞
scRNA <- subset(scRNA, subset = nFeature_RNA > 200 & nFeature_RNA < 4000 & percent.mt < 10)

12. 归一化

# 数据归一化
scRNA <- NormalizeData(scRNA, normalization.method = "LogNormalize", scale.factor = 10000)

13. 鉴定高变基因

# 鉴定高变基因
# 这一步的目的是鉴定出细胞与细胞之间表达相差很大的基因,用于后续鉴定细胞类型
# 我们使用默认参数,用vst方法选出2000个高变基因
scRNA <- FindVariableFeatures(scRNA,selection.method = 'vst',nfeatures = 2000)
dim(scRNA) # 但是这里跑程序的时候基因的数量不对,还没有找到原因
# [1] 18037 21402# 前十个高变基因
top10 <- head(VariableFeatures(scRNA),10)
top10
#  [1] "PTGDS"    "S100A9"   "S100A8"   "CST3"     "TRBV11-2" "HLA-DQA1" "HLA-DRA"  "C1QA"  "LILRA4"   "LYZ"

可视化

plot1 <- VariableFeaturePlot(scRNA)
plot2 <- LabelPoints(plot = plot1,points = top10,repel = TRUE,xnudge = 0,ynudge = 0)

14. 细胞注释

Idents(scRNA) <- 'integrated_snn_res.0.5'
plot3 = DimPlot(scRNA, reduction = "umap", label=T)

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# 鉴定细胞类型
# 为了后续分析的方便,我们先用singleR来预测每个cluster的细胞类型
library(celldex)
library(SingleR)
cg <- ImmGenData() # 选定一个参考集数据,ImmGenData是一个免疫细胞的数据集
cellpred <- SingleR(test=testdata,ref=cg, labels=cg$label.main)
table(cellpred$labels) # 看看都注释到了哪些细胞
#      B cells      Basophils Endothelial cells       Eosinophils  Epithelial cells 
#       20337            1               224               595                31 
#       Fibroblasts               ILC       Macrophages        Mast cells 
#                3               205                 5                 1 
# 由得到的结果可以看出,用SingerR注释的结果太拉胯了,虽然手动注释比较麻烦,但是为了数据的准确性还是手动注释吧cellType=data.frame(seurat=scRNA@meta.data$seurat_clusters,predict=cellpred$labels)
table(cellType[,1:2]) # 访问celltyple的2~3列####细胞注释
scRNA.sub <- subset(scRNA, idents = c(1,3,4,7), invert = TRUE) # 挑选需要的簇
scRNA.sub
new.cluster.ids <- c("1" = "CD4 T","2" = "Monocyte","3" = "CD4 T","4" = "NK","5" = "Monocyte","6" = "CD8 T","7" = "B","8" = "CD8 T","9" ="Monocyte","11"="NK","13" = "Monocyte","14" = "Monocyte","16" = "CD4 T","17" = "DC","18" = "B","19"="NK","20"="Monocyte","21"="DC","22" = "B","25"="NK"
)
scRNA.sub <- RenameIdents(scRNA.sub, new.cluster.ids)
options(repr.plot.height = 6, repr.plot.width = 8)
scRNA.sub$cell_type <- Idents(scRNA.sub)
Idents(scRNA.sub) <- "cell_type"
DimPlot(scRNA.sub, reduction = "umap", label = TRUE,raster=FALSE)